En 2014, une nouvelle maladie corallienne a fait son apparition en Floride. Cette maladie se caractérise par une perte de tissu (Stony coral tissue loss disease ou SCTLD) rapide qui entraîne à brève échéance la mort des coraux. En moins de 10 ans, elle s'est propagée dans toute la Caraïbe.
La maladie de perte de tissu corallien s’est développée au départ de la Floride où elle a décimé de nombreuses populations coralliennes et depuis, progresse à grande vitesse avec une virulence jamais observée précédemment.
Cette maladie se manifeste par la création de taches blanches sur le corail, qui finissent par entraîner la perte de tissu et la mort de la colonie corallienne. La maladie affecte à ce jour 20 espèces différentes de coraux et est capable de tuer des colonies en quelques semaines ou mois.
Les maladies coralliennes ont communément une aire d’atteinte ou une période d’activité restreinte qui se termine généralement avec le retour des eaux plus fraiches à la fin de la saison humide. Malheureusement, la SCTLD ne semble pas montrer de signes de saisonnalité. Même l’ouragan Irma de 2017 n’a pas perturbé sa dispersion. Elle est ainsi capable de tuer une colonie sur une échelle spatiale et temporelle impressionnante. Quelques mois, voire seulement quelques semaines, lui suffisent pour décimer des colonies . À la différence d’un blanchissement, où le corail reprend les couleurs de la zooxanthelle si le milieu retrouve des conditions stables, cette maladie tue en laissant seulement un squelette derrière son passage. En aquarium, la maladie progresse de 3 à 4 cm par jour selon les espèces (Florida DEP, 2018). Dans le milieu naturel, le taux de perte de tissu varie selon la région, l’espèce et la taille de la colonie. Une mauvaise qualité de l’eau semble avoir tendance à favoriser l’étendue et la léthalité de la maladie.
Quels effets sur les coraux ?
La perte de tissus apparait initialement sur les bords d’une colonie et s’étend de manière ascendante. Elle est caractérisée par l’exposition de l’exosquelette laissant une colonie de couleur blanche. Dans les deux à trois jours suivant la perte de tissu, l’exosquelette peut être recouvert d’algues.
Les lésions de la perte de tissus peuvent aussi se manifester sous forme de taches blanches dont les diamètres grossissent et finissent par fusionner. Le gastroderme nécrosé est associé à une dégradation, une fragmentation, un gonflement et une désintégration de la mésoglée. Cette maladie ne forme pas de bande noire ou grise, de point foncé ou de dégradé de couleur. Le facteur la différenciant principalement des autres maladies est la rapidité et l’importance de sa virulence.
Les milieux touchés par la maladie présentent jusqu’à 90% de coraux affectés ou morts.
Quelles sont les espèces concernées ?
Il existe une variabilité interspécifique et intraspécifique de la sensibilité à l'infection et de la mortalité. La maladie corallienne de perte de tissu atteint donc les espèces de coraux dans un ordre particulier.
20 différentes espèces de coraux, dont six listées dans l’ « Endangered Species Act » (ESA) et la plupart des espèces fondatrices des barrières, sont à risque (Florida DEP, 2018).
Il est à noter également que 6 des 16 espèces de coraux protégées par l’Arrêté Ministériel du 25 avril 2017 sont touchées par cette nouvelle maladie.
Par contre, les espèces utilisées dans les programmes de restauration corallienne (Acropora cervicornis et Acropora palmata) ne sont pas touchées à ce jour par cette maladie. De plus, quelques colonies des espèces sensibles sont épargnées, indiquant que certaines colonies sont plus résilientes que d’autres.
Les espèces affectées rapidement
Colpophyllia natans (Corail cerveau Natan)
Dendrogyra cylindrus (Corail cierge)
Dichocoenia stokesii (Corail étoile elliptique)
Diploria labyrinthiformis (Corail cerveau de Neptune)
Eusmilia fastigiata (Corail fleur doux)
Meandrina meandrites (Corail meandreux)
Pseudodiploria strigosa (Corail cerveau symétrique)
Pseudodiploria clivosa (Corail cerveau bosselé)
Les espèces moyennement affectées
Orbicella annularis (Corail étoile lobé)
Orbicella faveolata (corail étoile montagneux)
Orbicella franksi (Corail étoile en bloc)
Montastraea cavernosa (Grand corail étoilé)
Solenastrea bournoni (Corail étoile lisse)
Stephanocoenia intersepta (Corail étoile rougissant)
Siderastrea siderea (Corail starlette massif)
Agaricia agaricites (Agarice laitue)
Agaricia spp. (Agarice plate ou Agarice fragile)
Mycetophyllia spp. (Corail cactus)
Madracis auretenra (Madrace jaune)
Favia fragum (Corail balle de golf)
Helioseris cucullate (Corail laitue rayon de soleil)
Mussa angulosa (Corail-fleur épineux)
Isophyllia spp. (Corail cactus sinueux ou Corail étoile rugueux)
Les espèces peu susceptibles d'être affectées
Porites astreoides (Porite étoile)
Porites porites (Porite digitée)
Porites divaricata (Porite digitée à fines branches)
Porites furcata (Porite digitée branchue)
Acropora palmata (Corail corne d’élan)
Acropora cervicornis (Corail corne de cerf)
Cladocora arbuscula (Corail arbuscule)
Oculina spp. (Oculine majeure ou Corail orgue)
La progression géographique de la maladie
La maladie de perte de tissu est apparue en septembre 2014 au niveau de Key Biscayne, dans le Comté de Miami-Dade, en Floride. En 2015, la maladie avait déjà parcouru plus de 88 km, allant de la plage de Pompano au Parc National de Biscayne. En 2017, elle a continué de se propager allant de St.Lucie Inlet au nord des Keys. De 2015 à 2017, sa progression était de 7 à 10 km par mois (Lunz et al, 2017).
À partir de 2017, la Floride n’était plus la seule zone touchée. La maladie a été observée à plusieurs reprises : en mai 2017 aux îles Caïmans, pendant l’automne 2017 en Jamaïque, en juillet 2018 à Mexico et enfin, en octobre 2018 à Saint-Martin et en janvier 2019 aux îles Vierges des Etats-Unis. Elle a atteint la Guadeloupe en 2020 et la Martinique l'année suivante.
Au fil des ans, sa propagation semble s’accélérer. En Floride, de 2014 à 2019 la maladie a parcouru 450 km. Au Mexique, la maladie a parcouru la même distance en 8 mois. En 2022, la maladie attaque Bonnaire, au sud de l'arc antillais, ile jusqu'alors préservée.
Les modes de progression
Les courants marins semblent être le transporteur principal de la maladie car les zones infectées présentent une quantité de bactéries dans la colonne d’eau particulièrement importante. Toutefois, il semble qu’ils ne soient pas la seule source de transport. La progression géographique de la maladie ne suit pas minutieusement les courants et certaines émergences sont incomprises. Une hypothèse expliquant le passage au-delà des courant marins est le transport par les bateaux au niveau des eaux de ballast. Une étude parue en 2022 semble d'ailleurs confirmer cette hypothèse, mais les scientifiques sont encore en attente de résultats.
Quels sont les moyens d'anticipation ?
Certains territoires touchés par la maladie depuis 2017 ont mis en place des mesures de surveillance et de suivi procédant même à des expériences de traitement de la maladie.
La mise en place un réseau sentinelle
Afin d'anticiper l’arrivée de la maladie, certaines iles ont mis en place un réseau sentinelle composé des personnes en contact régulier avec les récifs coralliens (clubs de plongées, sociétés d’excursions, scientifiques). Informé de l’existence de cette maladie, ce réseau est en mesure, dès les premiers signes, de faire remonter l’information auprès des décideurs locaux.
Des outils de sensibilisation
Différents moyens de communication ont été utilisés en Floride ou dans les îles du nord de la Caraïbe. Ils sont destinés avant tout à sensibiliser les usagers de la mer et à faire connaître les bons comportements à adopter.
Une lutte sur tous les fronts
La cartographie des sites contaminés
Dès l’apparition de la maladie, les acteurs de terrain préconisent de dresser une cartographie des sites contaminés et de la transmettre à tous les usagers du monde marin.
Cela permet, dans la mesure du possible, d’éviter de fréquenter les sites contaminés afin de pas diffuser encore davantage la maladie.
Il est également préconisé :
- d'éviter dans la mesure du possible de fréquenter les sites contaminés. - dans le cas d’une plongée sur un site contaminé, d'éviter les comportements favorisant les échanges de la maladie par un intermédiaire (ne pas toucher les coraux avec les palmes, les mains, etc.). - d'éviter de passer d’un site contaminé à un site sain sans avoir désinfecté la totalité du matériel. La décontamination du matériel doit se faire en milieu contrôlé et aucun rejet ne doit être fait dans l’océan. Différents produits commerciaux peuvent désinfecter les équipements de plongée, mais l'eau de Javel est en général plus facile à se procurer. La procédure consiste à plonger les équipements dans une solution à 5% d’eau de Javel pendant 30 min ou à 10% pendant 10 min puis de bien les rincer (Healthy reefs).
Mettre en place des outils de suivi
Pendant l’infection de la maladie, il est important de mettre en place des suivis afin d’établir la progression de la contamination.
Ces suivis peuvent être assurés par des scientifiques, mais également par des clubs de plongée informés de la procédure à suivre.
Ils consistent à recueillir les informations clés : la taille de la colonie, l’espèce, la position GPS, la proportion de la colonie affectée par la maladie et des photos avec échelle (Work et al, 2012).
La mise en place de traitements
Création de barrières physiques, traitements antibiotiques
Différents traitements ont été testés par les scientifiques de Floride et des différentes îles de la Caraïbe.
On peut citer, par exemple, la création d’une barrière physique (le creusement d’une tranchée sur le corail atteint, tranchée éventuellement comblée de résine époxy), l’utilisation de Lugol avec amoxicilline, le nettoyage des coraux avec l’ampicilline ou avec un mélange d’ampicilline et de kanamycine, la poudre de chlore, la solution saline, etc.
Certains traitements montrent des taux de réussite plus importants que d’autres, mais l’utilisation d’antibiotiques semble nécessaire car une simple barrière physique (tranchée ou résine d’époxy) n’est pas suffisante. Le taux de mortalité observé avec seulement une barrière physique est de 95% (Neely, 2018; Neely et Lewis, 2018).
Procédure préconisée : - Le traitement le plus simple et rapide pour les petites lésions semble l’application directe d’une pâte antibiotique sur le tissu affecté. - Pour les lésions plus importantes, une tranchée de 1 cm de profondeur est creusée dans la colonie entre 2 et 5 cm de la limite de la maladie. Cette tranchée est ensuite remplie de résine époxy chlorée et de pâte antibiotique. La tranchée arrête le pathogène car il ne peut plus progresser sur le tissu vivant. L’antibiotique principalement utilisé est l’amoxicilline. Une fois réduit en poudre, il est incorporé, avec un ratio 1:16, à un beurre naturel fondu. Le mélange beurre et amoxicilline est ensuite transféré dans des seringues puis refroidi. Les seringues sont transportées dans de la glace sur le site infecté pour permettre l’application (Neely et Lewis 2018).
Certains coraux traités sont transférés en laboratoire pour suivre l’efficacité du traitement et favoriser un rétablissement sans stress. D’autres, nécessitant une intervention trop grande, sont transférés pour diviser les parties saines des parties endommagées et ajuster le traitement antibiotique. Dans l’institut Florida Fish and Wildlife Conservation Commission, sur 177 coraux transférés, 99% ont survécu.
Parmi les boutures transférées en culture en laboratoire, certaines ont déjà été mises en place en milieu naturel et n’ont pas été affectées à nouveau. Il faut toutefois étudier quel serait le moment propice pour la réhabilitation de fragments cultivés en laboratoire. Une réintroduction trop précoce pourrait représenter un risque pour une bouture trop faible. Elle pourrait être affectée à nouveau ou même se transformer en vecteur de la maladie (Schopmeyer, 2019).
La poursuite de la recherche scientifique
En parallèle des suivis et des mises en culture, il est important de réaliser des études pour identifier le pathogène, comprendre son mode de propagation, son processus de développement et sa virulence, afin d’améliorer les protocoles de prévention, de traitement et d’éradication de la maladie.
Certaines études sont déjà en cours pour considérer des traitements sous forme d’injection ou de nourrissage. Le Mote Marine Laboratory, en Floride, teste la résistance et la résilience de multiples génotypes à la maladie de perte de tissus en les exposant à du matériel infecté. L’institut de recherche Fish en Wildlife en Floride développe quant à lui des marqueurs génétiques, des techniques de fragmentation, provoque la ponte de coraux captifs et établit des plans de gestion sur le long terme.
Article réalisé à partir de l'étude réalisée en 2019 par le bureau d'études Coraïbes.
Comments